ISSN: 0024-1148 Лесоведение. 2015. № 3. С. 222-232

ОПЫТ СОЗДАНИЯ БИОТЕХНОЛОГИЧЕСКИХ ФОРМ ДРЕВЕСНЫХ РАСТЕНИЙ

В. Г. Лебедев, К. А. Шестибратов
Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН
142290 Московская обл., Пущино, просп. Науки, 6
E-mail: vglebedev@mail.ru

Поступила в редакцию 02.12.2014 г.

Выведение новых форм лесных древесных пород на основе традиционных методов селекции - отбора и гибридизации, может занимать десятилетия. Получающие все большее распространение лесные плантации интенсивного типа требуют высокопродуктивных генотипов, обладающих определенными хозяйственно-ценными признаками. Современные методы селекции, основанные в том числе и на достижениях биотехнологии растений, позволяют значительно повысить генетическое разнообразие исходных форм и ускорить селекционный процесс. Наиболее перспективным направлением представляется создание трансгенных генотипов видов деревьев. Основное внимание при этом уделяется повышению продуктивности, изменению качества древесины, повышению устойчивости к вредителям и болезням. Исследования по оценки биобезопасности трансгенных деревьев не выявили существенных отличий от исходных родительских форм.

• Работы выполнены при финансовой поддержке Министерства образования и науки РФ в рамках проектов No 14.607.21.0044 от 22 августа 2014 года (уникальный идентификатор RFMEFI60714X0044).


• Ключевые слова: лесная селекция, мутагенез, искусственная полиплоидизация, трансгенные растения, биобезопасность.

Список литературы

1. Бакулин В.Т. Триплоидный клон осины в лесах Новосибирской области // Генетика. 1966. № 11. С. 8–68.


2. Баранчиков Ю.Н. Интродукция златки Agrilus planipennis в Европу: возможные экологические и экономические последствия // Вестник Красноярского го-сударственного аграрного университета. 2009. Вып. 1. С. 36–43.


3. Бутова Г.П., Табацкая Т.М., Машкина О.С., Вьюнова Л.Н., Бурдаева Л.М. Получение полиплоидов у древесных растений методом культуры тканей // Генетические и экологические основы повышения продук-тивности лесов, Воронеж: ФС ЛХ России. НИИЛГС, 1993. С. 56–64.


4. Волкович М.Г., Мозолевская Е.Г. Десятилетний “юбилей” инвазии ясеневой изумрудной узкотелой златки Agrilus planipennis Fairm. (Coleoptera: Buprestidae) в России: итоги и перспективы // Известия Санкт-Петербургской лесотехнической академии. 2014. Вып. 207. С. 8–19.


5. Иванников С.П. Быстрорастущая и устойчивая к гнилям форма осины // Лесное хозяйство. – 1952. № 12. С. 23–25.


6. Ковалицкая Ю.А., Подрезов А.С., Шестибратов К.А. Влияние экспрессии РНК-интерференционной конструкции с инвертированными повторами гена 4CL (4-кумарат-КоА-лигазы) на фенотип трансгенных растений осины // Фенольные соединения: фундамен-тальные и прикладные аспекты: материалы докладов VIII Международного симпозиума. Москва, 2–5 октября 2012 г. / Отв. ред. Н.В. Загоскина. М.: ИФР РАН; РУДН, 2012. С. 317–323.


7. Коновалов Н.А., Пугач Е.А. Основы лесной селекции и сортового семеноводства. М.: Лесн. пром-сть, 1978. 176 с.


8. Лебедев В.Г., Азарова А.Б., Шестибратов К.А., Демен-ко В.И. Проявление сомаклональной изменчивости у микроразмноженных и трансгенных растений // Изве-стия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2012. № 1. C. 153–163.


9. Лебедев В.Г., Шестибратов К.А., Шадрина Т.Е., Булатова И.В., Абрамочкин Д.Г., Мирошников А.И. Корансформация осины и березы тремя областями Т-ДНК, находящимися на двух различных репликонах в одном штамме Agrobacterium tumefaciens // Генетика. 2010. Т. 46. С. 1458–1466.


10. Машкина О.С., Исаков Ю.Н. Генетико-селекционное улучшение тополя // Лесоведение. 2002. № 3. С. 68– 73.


11. Молотков П.И., Патлай И.Н., Давыдова Н.И., Щепо-тьев Ф.Л., Ирошников А.И., Мосин В.И., Пирагс Д.М., Милютин Л.И. Селекция лесных пород. М.: Лесн. пром-сть, 1982. 222 с.


12. Царев А.П., Погиба С.П., Тренин В.В. Селекция и репродукция лесных древесных пород. М.: Логос, 2002. 520 с.


13. Шестибратов К.А., Подрезов А.С., Салмова М.А., Ковалицкая Ю.А., Видягина Е.О., Логинов Д.С., Коро-лева О.В., Мирошников А.И. Фенотипическое проявление экспрессии гена ксилоглюканазы из Penicillium ca-nescens в трансгенных растениях осины // Физиология растений. 2012. Т. 59. С. 668–676.


14. Яблоков А.С.  Исполинская  форма  осины в лесах СССР // Труды ВНИИЛХа. М.: ВНИИЛХ, Вып. 23. 1941. 52 с.


15. Alvarez R., Alvarez J.M., Humara J.M., Revilla A., Or-das R.J. Genetic transformation of cork oak (Quercus sub-er L.) for herbicide resistance // Biotechnol. Lett. 2009. V. 31. P. 1477–1483.


16. Baucher M., Chabbert B., Pilate G., Van Doorsselaere J., Tollier M.-T., Petit-Conil M., Cornu D., Monties B., Van Montagu M., Inze D., Jouanin L., Boerjan W. Red xylem and higher lignin extractability by down-regulating a cin-namyl alcohol dehydrogenase in poplar (Populus tremula × P. alba) // Plant Physiol. 1996. V. 112. P. 1479–1490.


17. Bishop-Hurley S.L., Zabkiewicz R.J., Grace L., Gard-ner R.C., Wagner A., Walter C. Conifer genetic engineer-ing: transgenic Pinus radiata (D. Don) and Picea abies (Karst) plants are resistant to the herbicide Buster // Plant Cell Rep. 2001. V. 20. P. 235–243.


18. Biswal A.K., Soeno K., Gandla M.L., Immerzeel P., Pat-tathil S., Lucenius J., Serimaa R., Hahn M.G., Moritz T., Jönsson L.J., Israelsson-Nordström M., Mellerowicz E.J. Aspen pectate lyase PtxtPL1–27 mobilizes matrix poly-saccharides from woody tissues and improves saccharifi-cation yield // Biotechnol. Biofuels. 2014. V. 7. № 11.


19. Bjurhager I., Olsson A.M., Zhang B., Gerbe L., Kumar M., Berglund L.A., Burgert I., Sundberg B., Salmén L. Ultra-structure and mechanical properties of Populus wood with reduced lignin content caused by transgenic down-regu-lation of cinnemate-4-hydroxylase // Biomacromolecules. 2010. V. 11. P. 2359–2365.


20. Blakesley D., Allen A., Pellny T.K., Roberts A.V. Natural and induced polyploidy in Acacia dealbata Link. and Acacia mangium Wild // Ann. Botany. 2002. V. 90. P. 391– 398.


21. Bonawitz N.D., Chapple C. The Genetics of Lignin Bio-synthesis: Connecting Genotype to Phenotype // Annual Review of Genetics. 2010. V. 44. P. 337–363.


22. Cai X., Kang X.Y. In vitro tetraploid induction from leaf explants of Populus pseudo-simonii Kitag // Plant Cell Rep. 2011. V. 30. P. 1771–1778.


23. Coleman H.D., Canam T., Kang K.Y., Ellis D.D., Mans-fi eld S.D. Over-expression of UDP-glucose pyrophospho-rylase in hybrid poplar affects carbon allocation // J. Exp. Bot. 2007. V. 58. P. 4257–4268.


24. Coleman H.D., Canovas F.M., Man H., Kirby E.G., Mansfield S.D., Enhanced expression of glutamine synthetase (GS1a) confers altered fiber and wood chemistry in field grown poplar (Populus tremula × alba; 717–1B4) // Plant Biotechnol. J. 2012. V. 10. P. 883–889.


25. Coleman H.D., Park J.-Y., Nair R., Chapple C., Mansfield S.D. RNAi-mediated suppression of p-coumaroyl-CoA 3’hydroxylase in hybrid poplar impacts on lignin deposition and soluble secondary metabolism // Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 2008. V. 105. P. 4501–4506.


26. Coleman H.D., Samuels A.L., Guy R., Mansfi eld S.D. Perturbed lignification impacts tree growth in hybrid pop-lar – a function of sink strength, vascular integrity, and photosynthetic assimilation // Plant Physiol. 2008. V. 148. P. 1229–1237.


27. Coleman H.D., Yan J., Mansfi eld S.D. Sucrose synthase affects carbon partitioning to increase cellulose produc-tion and altered cell wall ultrastructure // Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 2009. V. 106. P. 13118–13123.


28. Confalonieri M., Belenghi B., Balestrazzi A., Negri S., Facciotto G., Schenone G., Delledonne M. Transforma-tion of elite white poplar (Populus alba L.) cv. “Villa-franca” and evaluation of herbicide resistance // Plant Cell Rep. 2000. V. 19. P. 978–982.


29. Contreras R.N. A simple chromosome doubling technique is effective for three species of Cupressaceae // Hort-Science. 2012. V. 47. P. 712–714.


30. Contreras R.N., Ruter J.M., Schwartz B.M. Oryzalin-induced polyploidy in Cryptomeria japonica (Thunb. ex L.f.) D. Don (Cupressaceae) // HortScience. 2010. V. 45. P. 316-319.


31. Danielsen L., Lohaus G., Sirrenberg A., Karlovsky P., Bas-tien C., Pilate G., Polle A. Ectomycorrhizal colonization and diversity in relation to tree biomass and nutrition in a plantation of transgenic poplars with modified lignin bio-synthesis // PLoS ONE. 2013. V. 8(3): e59207.


32. Dhooghe E., Laere K., Eeckhaut T., Leus L., Huylenbroeck J. Mitotic chromosome doubling of plant tissues in vitro // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2011. V. 104. P. 359–373.


33. Du N., Pijut P.M. Agrobacterium-mediated transformation of Fraxinus pennsylvanica hypocotyls and plant regenera-tion // Plant Cell Rep. 2009. V. 28. P. 915–923.


34. Elo A., Lemmetyinen J., Novak A., Keinonen K., Porali I., Hassinen M., Sopanen T. BpMADS4 has a central role in inflorescence initiation in silver birch (Betula pendula) // Physiologia Plantarum. 2007. V. 131. P. 149–158.


35. Endemann M., Hristoforoglu K., Stauber T., Wilhelm E. Assessment of age-related polyploidy in Quercus robur L. somatic embryos and regenerated plants using DNA flow cytometry // Biologia Plantarum. 2001. V. 44. P. 339– 345.


36. Ewald D., Ulrich K., Naujoks G., Schroder M.-B. Induc-tion of tetraploid poplar and black locust plants using colchicine: chloroplast number as an early marker for se-lecting polyploids in vitro // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2009. V. 99. P. 353–357.


37. Fu J., Sampalo R., Gallardo F., Canovas F.M., Kirby E.G.Assembly of a cytosolic pine glutamine synthetase ho-loenzyme in leaves of transgenic poplar leads to enhanced vegetative growth in young plants // Plant Cell Environ. 2003. V. 26. P. 411–418.


38. Gray-Mitsumune M., Blomquist K., McQueen-Mason S., Teeri T.T., Sundberg B., Mellerowicz E.J. Ectopic expres-sion of a wood-abundant expansin PttEXPA1 promotes cell expansion in primary and secondary tissues in aspen // Plant Biotechnol. J. 2008. V. 6. P. 62–72.


39. Häggman H., Raybould A., Borem A., Fox T., Handley L., Hertzberg M., Lu M.Z., Macdonald P., Oguch, T., Pasqua-li G., Pearson L., Peter G., Quemada H., Séguin A., Tat-tersall K., Ulian E., Walter C., McLean M. Genetically engineered trees for plantation forests: Key considerations for environmental risk assessment // Plant Biotechnol. J. 2013. V. 11. P. 785–798.


40. Han C., Xu J.M., Du Z.H., Li G.Y., Zeng B.S., Wu S.J., Wang W. Polyploidy induction of clone of Eucalyptus grandis with colchicine // Afr. J. Biotechnol. 2011. V. 10. P. 14711–14717.


41. Hjalten J., Axelsson E.P., Julkunen-Tiitto R., Wennstrom A., Pilate G. Innate and introduced resistance traits in geneti-cally modified aspen trees and their effect on leaf beetle feeding // PLoS ONE. 2013. V. 8(9): e73819.


42. Jagannathan L., Marcotrigiano M. Phenotypic and ploidy status of Paulownia tomentosa trees regenerated from cul-tured hypocotyls // Plant Cell Tissue Organ Cult. 1986. V. 7. P. 227–236.


43. Jing Z.P., Gallardo F., Pascual M.B., Sampalo R., Rome-ro J., de Navarra A.T., Canovas F.M. Improved growth in a field trial of transgenic hybrid poplar overexpressing glutamine synthetase // New Phytol. 2004. V. 164. P. 137–145.


44. Kong L., Holtz C.T., Nairn C.J., Baier K., Merkle S.A. Ap-plication of airlift bioreactors to accelerate genetic trans-formation in American chestnut // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2014. V. 117. P. 39–50.


45. Lamarche J., Stefani F.O., Séguin A., Hamelin R.C. Im-pact of endochitinase-transformed white spruce on soil fungal communities under greenhouse conditions // FEMS Microbiol. Ecol. 2011. V. 76. P. 199–208.


46. Lantz C.W. Genetic improvement of forest trees // Woody Plant Seed Manual, USDA FS Agriculture Handbook 727 / Eds. Bonner F.T., Karrfalt R.P. United States Department of Agriculture, Forest Service. P. 39–56.


47. Li Q.Z., Min D.Y., Wang J.P.Y., Peszlen I., Horvath L., Horvath B., Nishimura Y., Jameel H., Chang H.M., Chiang V.L. Down-regulation of glycosyltransferase 8D genes in Populus trichocarpa caused reduced mechanical strength and xylan content in wood // Tree Physiol. 2011. V. 31. P. 226–236.


48. Li Y.H., Kang X.Y., Wang S.D., Zhang Z.H., Chen H.W. Triploid induction in Populus alba x – P. glandulosa by chromosome doubling of female gametes // Silvae Genet-ica. 2008. V. 57. P. 37–40.


49. Liu G., Li Z., Bao M. Colchicine-induced chromosome doubling in Platanus acerifolia and its effect on plant morphology // Euphytica. 2007. V. 157. P. 145–154.


50. Min D.Y., Li Q.Z., Jameel H., Chiang V., Chang H.-M. Comparison of pretreatment protocols for cellulase-me-diated saccharification of wood derived from transgenic low-xylan lines of cottonwood (P. trichocarpa) // Biomass Bioenergy. 2011. V. 35. P. 3514–3521.


51. Pieninkeroinen K., Valanne T. Old colchicine-induced polyploid materials of Betula pendula Roth and Betula pubescens Ehrh // Ann. Sci. For. 1989. V. 46. Suppl: 264s-266s.


52. Pilate G., Guiney E., Holt K., Petit-Conil M., Lapierre C., Leplé J.C., Pollet B., Mila I., Webster E.A., Marstorp H.G., Hopkins D.W., Jouanin L., Boerjan W., Schuch W., Cornu D., Halpin C. Field and pulping performances of transgenic trees with altered lignification // Nature Biotechnol. 2002. V. 20. P. 607–612.


53. Schnitzler F.R., Burgess E.P., Kean A.M., Philip B.A., Barraclough E.I., Malone L.A., Walter C. No unintended impacts of transgenic pine (Pinus radiata) trees on above ground invertebrate communities // Environ. Entomology. 2010. V. 39. P. 1359–1368.


54. Shani Z., Dekel M., Tsabary G., Goren R., Shoseyov O. Growth enhancement of transgenic poplar plants by over-expression of Arabidopsis thaliana endo-1,4-β-glucanase (cel1) // Mol. Breed. 2004. V. 14. P. 321–330.


55. Shestibratov K., Lebedev V., Podrezov A., Salmova M. Transgenic aspen and birch trees for Russian plantation forests // BMC Proceedings. 2011. V.5 (Suppl. 7). P. 124.


56. Sita G.L., Shoba J., Vaidyanathan C.S. Triploid plants from endosperm cultures of sandalwood by experimental embryogenesis // Plant Sci. Lett. 1980. V. 20. P. 63–69.


57. Stevens M.E., Pijut P.M. Agrobacterium-mediated genetic transformation and plant regeneration of the hardwood tree species Fraxinus profunda // Plant Cell Rep. 2014. V. 33. P. 861–870.


58. Tang Z.Q., Chen D.L., Song Z.J., He Y.C., Cai D.T. In vit-ro induction and identification of tetraploid plants of Pau-lownia tomentosa induced by colchicine treatment // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2010. V. 102. P. 213–220.


59. Taniguchi T., Ohmiya Y., Kurita M., Tsubomura M., Kon-do T. Regeneration of transgenic Cryptomeria japonica D. Don after Agrobacterium tumefaciens-mediated trans-formation of embryogenic tissue // Plant Cell Rep. 2008. V. 27. P. 1461–1466.


60. Van Acker R., Leple J.C., Aerts D., Storme V., Goeminne G., Ivens B., Legee F., Lapierre C., Piens K., Van Mon-tagu M.C., Santoro N., Foster C.E., Ralph J., Soetaert W., Pilate G., Boerjan W. Improved saccharification and etha-nol yield from field-grown transgenic poplar deficient in cinnamoyl-CoA reductase // Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 2014. V. 111. P. 845–850.


61. Vauramo S., Pasonen H-L., Pappinen A., Setälä H. De-composition of leaf litter from chitinase transgenic silver birch (Betula pendula) and effects on decomposer popula-tions in a field trial // Applied Soil Ecology. 2006. V. 32. P. 338–349.


62. Vihervuori L., Lyytikäinen-Saarenmaa P., Tuomikoski E., Luoma M., Niemelä P., Pappinen A., Pasonen H.L. Palatability of transgenic birch and aspen to roe deer and mountain hare // Biocontrol Sci. Technol. 2012. V. 22. P. 1167–1180.


63. Vihervuori L., Pasonen H.L., Lyytikäinen-Saarenmaa P. Density and composition of an insect population in a field trial of chitinase transgenic and wild-type silver birch (Betula pendula) clones // Environ. Entomol. 2008. V. 37. P. 1582–1591.


64. Voelker S.L., Lachenbruch B., Meinzer F.C., Kitin P., Straus S.H. Transgenic poplars with reduced lignin show impaired xylem conductivity, growth efficiency and sur-vival // Plant Cell Environ. 2011. V. 34. P. 655–668.


65. Vogt T. Phenylpropanoid Biosynthesis // Molecular Plant. 2010. V. 3. P. 2–20.


66. Wadenbäck J., von Arnold S., Egertsdotter U., Wal-ter M.H., Grima-Pettenati J., Goffner D., Gellerstedt G., Gullion T., Clapham D. Lignin biosynthesis in transgenic Norway spruce plants harboring an antisense construct for cinnamoyl CoA reductase (CCR). Transgenic Res. 2008. V. 17. P. 379–92.


67. Wagner A., Donaldson L., Kim H., Phillips L., Flint H., Steward D., Torr K., Koch G., Schmitt U., Ralph J. Sup-pression of 4-coumarate-coA ligase in the coniferous gymnosperm Pinus radiata // Plant Physiol. 2009. V. 149. P. 370–383.


68. Wang C., Bao Y., Wang Q., Zhang H. Introduction of the rice CYP714D1 gene into Populus inhibits expression of its homologous genes and promotes growth, biomass production and xylem fibre length in transgenic trees // J. Exp. Bot. 2013. V. 64. P. 2847–2857.


69. Wang J., Shi L., Song S., Tian J., Kang X. Tetraploid production through zygotic chromosome doubling in Popu-lus // Silva Fennica. 2013. V. 47. № 2. Article id 932.


70. Zhang B., Oakes A.D., Newhouse A.E., Baier K.M., May-nard C.A., Powell W.A. A threshold level of oxalate oxi-dase transgene expression reduces Cryphonectria para-sitica-induced necrosis in a transgenic American chestnut (Castanea dentata) leaf bioassay // Transgenic Res. 2013. V. 22. P. 973–982.


71. Zhang C., Norris-Caneda K.H., Rottmann W.H., Gulledge J.E., Chang S., Kwan B.Y., Thomas A.M., Mandel L.C., Kothera R.T., Victor A.D., Pearson L., Hinchee M.A. Control of pollen-mediated gene flow in transgenic trees // Plant Physiol. 2012. V. 159. P. 1319–1334.


72. Zhong R., Morrison W.H. III, Himmelsbach D.S., Poole F.L. II, Ye Z.H. Essential role of caffeoyl coenzyme A O-methyltransferase in lignin biosynthesis in woody poplar plants // Plant Physiol. 2000. V. 124. P. 563–578.